La dermatofitosis es una enfermedad infecciosa causada por agentes fúngicos que afectan
a las estructuras queratinizadas de la piel. Es importante conocer qué especies la producen
y qué signos clínicos causa para diagnosticarla y tratarla adecuadamente.

Las principales dificultades para diagnosticar correctamente la dermatofitosis son:

• Su variabilidad clínica.
• La realización e interpretación de las pruebas diagnósticas.

El diagnóstico requiere la realización de varias técnicas complementarias, ya que no existe una de referencia o gold standard. A continuación, se describen las que se utilizan en la actualidad.

La lámpara de Wood

Esta prueba consiste en exponer la lesión a una luz ultravioleta, que produce fluorescencia del pelo cuando está infectado. Está indicada siem­pre que existe sospecha de dermatofitosis, es decir, en cualquier paciente con alopecia, pápu­las, pústulas o costras.

• Método: se expone al animal a la lámpara de Wood en un lugar oscuro. Clásicamente, se aconsejaba calentarla durante 5-10 minutos y exponer la lesión a la luz ultravioleta durante 3-5 minutos más, pero actualmente esta pre­paración no se considera tan importante. Sí se recomienda utilizar una lente de magnifi­cación para mejorar la exploración.
• Qué se observa: fluorescencia verde manzana sobre los tallos afectados. La fluorescencia se debe a la presencia de metabolitos del trip­tófano que se encuentran en el córtex o la médula del pelo, que se generan durante el crecimiento fúngico. Sin embargo, no indica necesariamente la presencia de esporas o material infectante. La fluorescencia se asocia a un porcentaje variable (30-50 %) de cepas de canis (figura 1).

Se debe tener en cuenta que pueden darse fal­sos positivos (en estos casos la fluorescencia no se observará en el tallo) debido a la presencia de detritos, escamas, infecciones bacterianas (Pseudomona aeruginosa o Corynebacterium minutissimun) o tratamientos tópicos en la zona (jabones, cremas, etc.).

Los falsos negativos pueden deberse a que la infección esté producida por dermatofitos no fluorescentes, a una mala técnica (como ser demasiado rápidos en el examen) o a la aplicación de tratamientos tópicos como el yodo, aunque se ha comprobado que otros como el sulfuro de cal o el enilconazol no eliminan la fluorescencia.

Observación directa

Es la búsqueda de hifas o esporas fúngicas en los pelos o escamas, obtenidos mediante un exa­men tricográfico del pelo o raspado. La combi­nación de ambas pruebas permite detectar más del 80 % de los perros y gatos infectados. Para la observación al microscopio, se recomienda añadir como colorante el azul lactofenol. Se puede utilizar el hidróxido de potasio para aclarar los restos epidémicos. Otra técnica de observación directa es la citología de lesiones supurativas, como los querion o los pseudomi­cetomas, como veremos más adelante.

Examen tricoscópico del pelo

Para realizar esta prueba se arrancan unos pelos de la zona afectada y se observan al microsco­pio. Para detectar mejor las esporas, se puede emplear hidróxido de potasio al 10 % o aceite mineral, mucho más rápido y cómodo, con o sin tinción. Tiene una sensibilidad del 40-70 % y ayuda a confirmar la sospecha de dermato­fitosis, así como a seleccionar la muestra para el cultivo. No obstante, es una técnica que requiere experiencia y práctica.

• Método: se recomienda recolectar pelos posi­tivos en la lámpara de Wood o, en su defecto, pelos de los márgenes de lesiones recientes o en expansión activa y sin tratar. Es útil buscar pelos rotos, deformados o cercanos a zonas de inflamación y/o costras.
• Qué se observa: corteza hinchada o dañada, rotura del tallo a 1-2 mm de la superficie cutánea y artrosporas en su superficie (ecto­trix) que se agrupan alrededor de la zona lesionada del pelo (figura 2).

Raspado

La muestra se obtiene por raspado de la super­ficie cutánea afectada y después se observa al microscopio. Se puede visualizar directamente si se añaden unas gotas de aceite mineral pero se recomienda realizar una tinción en fresco.

• Método: se recoge una pequeña muestra superficial mediante el raspado suave de la lesión con un bisturí, se deposita sobre un portaobjetos, se le añade una gota de agua, se seca y, posteriormente, se le aplican una o dos gotas de lactofenol o azul de metileno. Después de dos o tres minutos, se aclara, se seca y se observa al microscopio.

Citología

Es la toma de muestras por impronta o por pun­ción con aguja fina (PAF) de lesiones nodulares, en las que se sospeche un origen fúngico.

• Método: si se recoge la muestra por impronta, se acerca el porta a la lesión y se presiona leve­mente, después se seca y se tiñe con colorantes habituales en la clínica, como el Diff-Quick.

Qué se observa: cuando la muestra ya está seca, se observa al microscopio para detectar, en ocasiones, diferentes tipos de células infla­matorias, esporas (figura 3) e hifas.

Si se detectan esporas o hifas en cualquiera de las técnicas de observación directa, se puede diagnosticar una posible dermatofitosis, pero no se puede determinar de qué dermatofito se trata. Para ello, se requerirá la realización de un cultivo y la posterior identificación del agente infeccioso.

Cultivo (DTM y/o Agar Sabouraud)

El cultivo resulta muy útil para confirmar la infección e identificar al agente infeccioso, pero no es una técnica infalible.

Está indicado siempre que se observan lesio­nes compatibles con dermatofitosis, cuando se detectan hifas y esporas en el examen tricoscó­pico del pelo o en la citología e, incluso, cuando existen lesiones nodulares y supurativas negati­vas en la citología.

• Método: limpiar previamente la zona con alcohol 70º, que ayudará a evitar la conta­minación de la muestra y, por tanto, el cre­cimiento de hongos saprófitos. El método utilizado en la recolección de la muestra influirá en el resultado si no se realiza correc­tamente. Se puede realizar con cepillo de dientes (técnica de McKenzie), mosquito o bisturí.

Una vez recolectada la muestra, se deposita en la superficie del medio sin profundizar y se mantiene en unas condiciones adecuadas de temperatura (25-30 °C), humedad (30 %) y penumbra, aunque actualmente se piensa que la temperatura y las horas de luz no afectan tanto al crecimiento y esporulación de las colonias.

Las colonias se deben observar a diario e inter­pretar a los 7-14 días, macroscópica y micros­cópicamente a ser posible, y antes de dar un resultado negativo se debe mantener la placa durante tres semanas, para descartar crecimien­tos más tardíos.

Se pueden obtener falsos negativos por: toma incorrecta de muestras, tratamiento antifúngico previo, protocolo laboratorial incorrecto o debido a que algunos dermatofitos no producen viraje.

Asimismo, se pueden obtener falsos positi­vos por el crecimiento de hongos saprófitos (no patógenos) que pueden producir viraje del color del medio, aunque normalmente de manera más tardía que los dermatofitos y su aspecto suele ser diferente.

Qué se observa: normalmente las colonias de dermatofitos suelen ser blancas o beige y de aspecto algodonoso (figura 4), mientras que las pigmentadas suelen ser colonias contaminantes producidas por hongos saprófitos (por ejemplo Aspergilus spp. o Penicilium spp.). Debido a las características del DTM, se podrá observar un cambio de coloración del medio (de amarillo a rojo) de manera simultánea al crecimiento de la colonia. Este cambio de coloración se debe al consumo de la queratina por los dermatofi­tos, cuyos metabolitos acidifican el medio. Los hongos saprófitos pueden causar también este cambio de coloración, ya que son capaces de consumir la queratina como último recurso, por lo que su viraje será mucho más tardío.

La identificación microscópica del hongo resulta interesante para completar el diagnós­tico y, pese a que los laboratorios ya ofrecen esta información, en la clínica se puede hacer de forma sencilla. Se recoge parte de la muestra de la superficie de la colonia con un bisturí o cinta Scotch, se depositan unas gotas de azul de lactofenol en un porta donde se deposita la muestra y se observa al microscopio (figura 5).

El cultivo también proporcionará información sobre el seguimiento y la remisión del proceso. Se puede hablar de remisión cuando se obtienen dos cultivos negativos tras un intervalo de dos sema­nas de manera consecutiva. La respuesta al tra­tamiento se debe evaluar en función del número de unidades formadoras de colonias (UFC) pre­sentes, al igual que en bacteriología, información que ofrecen los laboratorios de referencia.

Biopsia y tinciones especiales

La biopsia no es una técnica de rutina para el diagnóstico de dermatofitosis, pero se aconseja cuando las anteriores son negativas y se sigue sospechando de este proceso, o cuando se quiere descartar la dermatofitosis del diagnós­tico diferencial. Está especialmente indicada en presentaciones atípicas o nodulares.

Las lesiones histopatológicas son tan variables como la sintomatología y, en ocasiones, será necesario realizar tinciones especiales tipo PAS (Periodic Acid Schiff) o GMS (Grocott’s Methe­namine Silver) para poder visualizar mejor las estructuras fúngicas en el tejido (figura 6).

PCR

Existen pocos estudios en veterinaria que avalen su uso como técnica de rutina en el diagnóstico de esta enfermedad, pero cada vez se utiliza más. Una PCR positiva puede indicar una infección activa, un animal portador asintomático o la presencia de material fúngico “no viable” tras un tratamiento adecuado. Si es negativa, se asocia a cura micoló­gica o a que la muestra no es la adecuada.

Extraído de Annabel Dalmau. Dermatofitosis: una visión práctica. Ateuves 79, págs. 18-24.